Tại sao cần môi trường sản xuất Exosome chuyên biệt?

Blog Tháng 2 13, 2026

“Liệu tôi có thể nuôi tế bào gốc trung mô (MSC), đồng thời vừa thu tế bào vừa thu túi ngoại bào (EV) có được hay không?”, “Vì sao môi trường sản xuất exosome chuyên biệt có thể cải thiện được hiệu suất thu hồi exosome?”

Về mặt kỹ thuật, có thể thu EVs từ các hệ nuôi cấy MSCs thông thường. Tuy nhiên, các điều kiện này chủ yếu được tối ưu cho tăng sinh tế bào, chưa được thiết kế nhằm tối đa hóa khả năng tiết EVs. Các môi trường nuôi MSC thông thường được thiết kế nhằm tối ưu hóa khả năng tăng sinh và duy trì đặc tính tế bào. Ngược lại, sản xuất EVs từ MSCs lại đòi hỏi những điều kiện nuôi cấy khác, tập trung vào việc thúc đẩy quá trình tiết EVs và đảm bảo khả năng thu hồi hiệu quả.

Môi trường nuôi cấy chuyên biệt hóa cho từng mục tiêu

Do đó, điều kiện tối ưu cho tăng số lượng MSC không đồng nghĩa với điều kiện tối ưu cho sản xuất EV. Việc cố gắng đáp ứng đồng thời hai mục tiêu trong một hệ môi trường không chuyên biệt có thể dẫn đến hiệu suất tiết EV thấp hoặc nền môi trường phức tạp, gây khó khăn cho các bước tinh sạch hạ nguồn. 

Để giải quyết vấn đề này, các dòng môi trường chuyên biệt hóa cho từng mục tiêu là cần thiết:

1. Môi trường tối ưu tăng sinh MSC

2. Môi trường chuyên biệt cho sản xuất MSC-EV

Việc sử dụng đúng môi trường không chỉ giúp tăng hiệu suất tiết EV vượt trội mà còn hỗ trợ quá trình tinh sạch hạ nguồn, đặc biệt quan trọng trong các ứng dụng sản xuất quy mô lớn.

Định nghĩa MSC-EV

Túi ngoại bào (Extracellular Vesicles – EVs) là các hạt vật chất kích thước nhỏ được tế bào tiết ra môi trường xung quanh. Chúng được bao bọc bởi một lớp màng đôi phospholipid bền vững và đặc biệt là không có khả năng tự nhân đôi như tế bào. 

MSC-EVs chính là các túi ngoại bào có nguồn gốc từ Tế bào gốc trung mô (MSCs). Chúng đóng vai trò vận chuyển các tín hiệu sinh học (protein, lipid, RNA) để điều phối hoạt động giữa các tế bào và hỗ trợ điều trị tổn thương. 

EVs có dải kích thước khá rộng, dao động từ khoảng 30 nm đến vài trăm nanomet. Tuy nhiên, trong nghiên cứu và ứng dụng lâm sàng hiện nay, tâm điểm chú ý đổ dồn vào nhóm EVs kích thước nhỏ (30–200 nm) – thường được gọi là exosomes. 

Đây là nhóm mang lại hiệu quả sinh học cao nhất và có tiềm năng ứng dụng mạnh mẽ nhất trong y học tái tạo.

Tại sao nên dùng MSC-EVs thay vì MSCs?

MSC-EVs không chỉ có những đặc tính sinh học giống như tế bào gốc trung mô mà còn khắc phục được những rào cản về độ an toàn và khả năng tiếp cận mục tiêu (1): 

  1. Mang theo các phân tử sinh học có nguồn gốc từ MSCs, bao gồm protein, lipid và acid nucleic, vốn được xem là thành phần trung gian chính góp phần tạo nên các tác dụng sinh học của tế bào gốc trung mô, đặc biệt trong điều hòa miễn dịch, kháng viêm và hỗ trợ tái tạo mô. 
  1. Được bao bọc bởi lớp màng phospholipid có cấu trúc và thành phần tương đồng với màng tế bào người, giúp MSC-EVs có độ tương thích sinh học cao và hạn chế bị hệ miễn dịch nhận diện như một tác nhân ngoại lai – một ưu điểm đáng kể so với các hệ tổng hợp. 
  1. Kích thước nhỏ kết hợp với đặc tính của màng phospholipid cho phép MSC-EVs vượt qua hàng rào máu não, mở ra tiềm năng ứng dụng trong các chỉ định mà nhiều dạng thuốc hoặc hệ dẫn truyền khác khó tiếp cận. 
  1. Không chứa nhân và không có khả năng tự nhân đôi, do đó MSC-EVs không tăng sinh trong cơ thể người, giúp kiểm soát được độ an toàn và liều lượng.

Một trong những rủi ro lớn nhất của MSC khi đưa vào cơ thể là hiện tượng hình thành huyết khối. Do biểu hiện của một số nhân tố (như tissue factor) trên bề mặt, việc cấy ghép MSC có thể dẫn đến nguy cơ hình thành huyết khối tĩnh mạch cửa hoặc thuyên tắc phổi (2,3). Ngược lại, thử nghiệm tiền lâm sàng về độ an toàn của MSC-EV trên chuột Swiss cho thấy không phát hiện độc tính của MSC-EV ngay cả ở liều cao nhất được thử nghiệm là 10,000 µg/kg (tương đương với liều 8.4 x 1010 hạt đối với UC-MSC-EVs hoặc 5.8 x 1010  hạt đối với AD-MSC-EVs trên mỗi kg trọng lượng cơ thể người) (4). 

Do đó, với sự kết hợp giữa hiệu quả sinh học tương đương tế bào gốc và hồ sơ an toàn vượt trội, MSC-EV trở thành lựa chọn tiềm năng hơn cho các liệu pháp điều trị không dùng tế bào.

Các yếu tố ảnh hưởng đến quá trình tiết MSC-EVs

Trong tự nhiên, MSC-EV đóng vai trò là phương tiện giao tiếp liên bào thiết yếu và được tiết ra liên tục trong suốt vòng đời của tế bào. Tuy nhiên, khi gặp các kích thích từ môi trường (sinh lý hoặc bệnh lý), MSC sẽ tăng cường bài tiết EV như một cơ chế đáp ứng chủ động. 

Trong điều kiện nuôi cấy in vitro, để tăng hiệu suất thu MSC-EVs hoặc cải thiện chất lượng EVs thành phẩm, các nhà nghiên cứu thường tập trung vào các chiến lược sau: 

  • Điều kiện môi trường: Nuôi cấy trong điều kiện yếm khí (hypoxia) (5,6) hoặc bổ sung các tín hiệu viêm (7) vào môi trường nuôi cấy. 
  • Tác nhân hóa học: Sử dụng các hoạt chất chuyên biệt nhằm thúc đẩy quá trình đóng gói và tiết exosome (8). 
  • Hệ thống nuôi cấy: Chuyển đổi từ mô hình 2D truyền thống sang các mô hình khác như bồn khuấy với vi hạt (microcarrier) hoặc khung hydrogel (9,10) để gia tăng sản lượng. 
  • Mật độ tế bào ban đầu: Điều chỉnh mật độ cấy ban đầu phù hợp để tối ưu hóa sản lượng của mẻ nuôi cấy (11,12).

Nuôi MSC để thu đồng thời tế bào và EV: Liệu có khả thi?

Về mặt nguyên tắc, câu trả lời là Có. Bạn hoàn toàn có thể tận dụng dịch nuôi cấy MSC để thu nhận EV. 

Tuy nhiên, thực tế lại là một bài toán đánh đổi. Chiến lược nuôi cấy để tăng số lượng tế bào và chiến lược để tối ưu sản lượng EV là hai hướng đi khác nhau. Việc cố gắng kết hợp cả hai trên cùng một quy trình thường dẫn đến hiệu suất thu EV thấp, chất lượng không đồng nhất và làm đội chi phí sản xuất lên cao. 

Trong điều kiện sinh trưởng thông thường, MSC chỉ tiết EV ở mức nền (basal level). Các số liệu thực tế cho thấy sản lượng EV trong môi trường truyền thống biến thiên rất mạnh và phụ thuộc vào môi trường nuôi cấy: 

  • Môi trường DMEM + 10% FBS: Sản lượng chỉ đạt khoảng 1.18 × 10⁴ đến 1.03 × 10⁵ EVs/cell (13,14). 
  • Môi trường DMEM/F12 + 2% FBS: Sản lượng ghi nhận khoảng 1.4 × 10⁴ EVs/cell (15). 
  • Môi trường DMEM/F12 + 10% FBS: Sản lượng ghi nhận khoảng 1.6 × 10⁴ – 1.29 × 10⁵ EVs/cell (16). 
  • Môi trường Opti-MEM + 10% FBS: sản lượng khoảng 2.05 – 8 × 10⁴ EVs/cell (16).

Lựa chọn chiến lược nuôi cấy theo mục tiêu sản xuất

Giải pháp 1: Tối ưu đồng thời sinh khối MSC và sản lượng EV 

Để cải thiện tình trạng này, một số dòng môi trường không huyết thanh và xác định thành phần (Serum-free, chemically defined) đã cho thấy khả năng kích thích tiết EV tốt hơn ngay cả trong điều kiện nuôi cấy 2D tĩnh. 

Điển hình như dòng CellCor MSC CD (Xcell), nghiên cứu của Kim và cộng sự cho thấy môi trường MSC CD có thể được sử dụng để nuôi MSC không cần bổ sung serum, đồng thời sản lượng EV tăng vọt gấp 8.5 lần so với DMEM + 10% FBS, đạt mức 8.73 × 10⁵ EVs/cell. Không chỉ tăng về số lượng, EV thu được còn có khả năng làm lành vết thương tốt hơn và giảm phản ứng miễn dịch (14). Ngoài ra, việc bổ sung thêm các hoạt chất như melatonin cũng giúp tăng gấp đôi sản lượng và tăng hoạt tính sinh học của EV thu được (17). 

⚠️ Lưu ý: Tuy nhiên, khi sử dụng các môi trường MSC thông thường để thu hoạch EV, cần đặc biệt lưu ý đến sự tạp nhiễm của các hạt ngoại lai có sẵn trong môi trường vào thành phẩm. Do các môi trường này thường có độ tinh khiết  không cao với nồng độ hạt nền lớn, thành phẩm EV thu được dễ bị sai lệch kết quả định lượng và không đảm bảo độ thuần khiết, gây ảnh hưởng trực tiếp đến chất lượng cũng như độ an toàn của sản phẩm cuối cùng. 

Giải pháp 2: Tối ưu hóa tối đa sản lượng và chất lượng EV 

Bên cạnh bài toán về sản lượng, một thách thức lớn khác trong sản xuất MSC-EV là độ tinh khiết và sự tối ưu cho quá trình tinh sạch hạ nguồn. Việc loại bỏ các hạt nền và protein tạp từ bước nuôi cấy sẽ giúp đơn giản hóa quy trình tách chiết và giảm chi phí sản xuất đáng kể. 

Chúng tôi có dòng môi trường chuyên biệt như CellCor EXO CD, là giải pháp tối ưu không chứa huyết thanh, không chứa BSA và đã được xác định thành phần hóa học. Sản phẩm này được thiết kế đa năng: không chỉ chuyên biệt cho sản xuất EVs mà còn sử dụng được cho quá trình tăng sinh tế bào gốc trung mô (MSC), đáp ứng hoàn hảo nhu cầu cho các đơn vị muốn thu hoạch song song cả tế bào và EV. Với nồng độ hạt nền cực thấp (chỉ khoảng 2 x 107 hạt/mL). CellCor EXO CD đảm bảo độ tinh khiết cao cho EV thành phẩm. Nồng độ EV có thể đạt 2.5 – 4 x 109 hạt / mL trong 7-9 ngày nuôi cấy. 

Ngoài ra, không chỉ riêng CellCor EXO CD, nhiều dòng môi trường thương mại cao cấp khác được thiết kế cho mục đích này cũng đã ghi nhận sản lượng ấn tượng, dao động từ 5 × 10⁸ – 2 × 10⁹ particles/mL trong điều kiện nuôi cấy tĩnh (2D). Đặc biệt, khi kết hợp với các hệ thống nuôi cấy tiên tiến như bồn khuấy (stirred-tank bioreactors) hoặc hệ thống sợi rỗng (hollow-fiber), sản lượng EV có thể được cải thiện, đáp ứng hoàn hảo nhu cầu sản xuất ở quy mô công nghiệp (18). 

Kết luận 

Sử dụng MSC-EV là bước tiến quan trọng để thay thế liệu pháp tế bào nhờ hồ sơ an toàn vượt trội, loại bỏ hoàn toàn rủi ro gây huyết khối và cho phép áp dụng liều điều trị cao hơn. 

Tuy nhiên, để tối ưu hóa quy trình, việc sử dụng các dòng môi trường chuyên biệt (như các dòng có thành phần hóa học xác định) là giải pháp then chốt nhằm: 

  • Tăng sản lượng: Đảm bảo nồng độ cao (~109 hạt /mL), tối ưu hóa nắng suất so với các môi trường nuôi cấy MSC truyền thống. 
  • Đơn giản hóa hạ nguồn (Downstream): Với độ tinh khiết cao và nồng độ hạt nền thấp, môi trường chuyên dụng giúp quá trình tách chiết nhanh chóng, đạt hiệu suất thu hồi tối đa và giảm thiểu tối đa nguy cơ tạp nhiễm từ môi trường nuôi cấy vào EVs thành phẩm.

Biogroup luôn nỗ lực mang những giải pháp công nghệ sinh học tiên phong và thực tiễn đến Quý khách hàng, chúng tôi sẵn sàng tư vấn cá nhân hóa nếu bạn cần thêm thông tin chi tiết.

📩 Thông tin liên hệ:

TÀI LIỆU THAM KHẢO

1. Wu T, Liu Y, Wang S, Shi C. MSC-Derived Extracellular Vesicles: Roles and Molecular Mechanisms for Tissue Repair. Int J Nanomedicine. 2025 Jun 21;20:7953–74.  

2. Moll G, Ankrum JA, Kamhieh-Milz J, Bieback K, Ringdén O, Volk HD, et al. Intravascular Mesenchymal Stromal/Stem Cell Therapy Product Diversification: Time for New Clinical Guidelines. Trends Mol Med. 2019 Feb 1;25(2):149–63.  

3. Hoang VT, Le DS, Hoang DM, Phan TTK, Ngo LAT, Nguyen TK, et al. Impact of tissue factor expression and administration routes on thrombosis development induced by mesenchymal stem/stromal cell infusions: re-evaluating the dogma. Stem Cell Res Ther. 2024 Feb 27;15(1):56.  

4. Nguyen QT, Dinh NTH, Hang NT, Van Mao C, Do XH, Le DS, et al. Safety evaluation of extracellular vesicles derived from hypoxia primed mesenchymal stem cells of umbilical cord and adipose tissue. Sci Rep. 2025 Oct 16;15(1):36267.  

5. Han Y, Ren J, Bai Y, Pei X, Han Y. Exosomes from hypoxia-treated human adipose-derived mesenchymal stem cells enhance angiogenesis through VEGF/VEGF-R. Int J Biochem Cell Biol. 2019 Apr;109:59–68.  

6. Salomon C, Ryan J, Sobrevia L, Kobayashi M, Ashman K, Mitchell M, et al. Exosomal Signaling during Hypoxia Mediates Microvascular Endothelial Cell Migration and Vasculogenesis. PLoS ONE. 2013 Jul 8;8(7):e68451.  

7. Jeong J, Park JK, Shin J, Jung I, Kim HW, Park A, et al. Inflammatory cytokine-primed MSC-derived extracellular vesicles ameliorate acute lung injury via enhanced immunomodulation and alveolar repair. Stem Cell Res Ther. 2025 Aug 22;16(1):450.  

8. Liang B, Liang JM, Ding JN, Xu J, Xu JG, Chai YM. Dimethyloxaloylglycine-stimulated human bone marrow mesenchymal stem cell-derived exosomes enhance bone regeneration through angiogenesis by targeting the AKT/mTOR pathway. Stem Cell Res Ther. 2019 Nov 20;10:335.  

9. Lenzini S, Debnath K, Joshi JC, Wong SW, Srivastava K, Geng X, et al. Cell–Matrix Interactions Regulate Functional Extracellular Vesicle Secretion from Mesenchymal Stromal Cells. ACS Nano. 2021 Nov 23;15(11):17439–52.  

10. Almeria C, Weiss R, Keck M, Weber V, Kasper C, Egger D. Dynamic cultivation of human mesenchymal stem/stromal cells for the production of extracellular vesicles in a 3D bioreactor system. Biotechnol Lett. 2024;46(2):279–93.  

11. Barekzai J, Refflinghaus L, Okpara M, Tasto L, Tertel T, Giebel B, et al. Process development for the production of mesenchymal stromal cell-derived extracellular vesicles in conventional 2D systems. Cytotherapy. 2024 Sep 1;26(9):999–1012.  

12. Patel DB, Gray KM, Santharam Y, Lamichhane TN, Stroka KM, Jay SM. Impact of cell culture parameters on production and vascularization bioactivity of mesenchymal stem cell‐derived extracellular vesicles. Bioeng Transl Med. 2017 Jun 26;2(2):170–9.  

13. Kronstadt SM, Patel DB, Born LJ, Levy D, Lerman MJ, Mahadik B, et al. Mesenchymal stem cell culture within perfusion bioreactors incorporating 3D-printed scaffolds enables improved extracellular vesicle yield with preserved bioactivity. Adv Healthc Mater. 2023 Aug;12(20):e2300584.  

14. Kim JY, Rhim WK, Seo HJ, Lee JY, Park CG, Han DK. Comparative Analysis of MSC-Derived Exosomes Depending on Cell Culture Media for Regenerative Bioactivity. Tissue Eng Regen Med. 2021 May 28;18(3):355–67.  

15. Geng T, Paek SY, Leung E, Chamley LW, Wu Z. Comparing extracellular vesicles from four different cell origins for intracellular drug delivery to pancreatic cancer cells: Small or large vesicles? J Drug Deliv Sci Technol. 2024 Mar 1;93:105416.  

16. Karttunen J, Heiskanen M, Joki T, Hyysalo A, Navarro-Ferrandis V, Miettinen S, et al. Effect of cell culture media on extracellular vesicle secretion from mesenchymal stromal cells and neurons. Eur J Cell Biol. 2022 Sep 1;101(4):151270.  

17. Kim JY, Rhim WK, Woo J, Cha SG, Park CG, Han DK. The Upregulation of Regenerative Activity for Extracellular Vesicles with Melatonin Modulation in Chemically Defined Media. Int J Mol Sci. 2022 Dec 1;23(23):15089.  18. Kim JY, Rhim WK, Cha SG, Woo J, Lee JY, Park CG, et al. Bolstering the secretion and bioactivities of umbilical cord MSC-derived extracellular vesicles with 3D culture and priming in chemically defined media. Nano Converg. 2022 Dec 19;9(1):57.